EXPERIMENTAL RESEARCH OF MICROORGANISM CELLS IMMOBILIZATION RESULTING IN BIOPOLYMER GEL
Abstract and keywords
Abstract (English):
In the article the results of analytical and experimental research of microencapsulation of probiotic microorgan-isms resulting in biopolymer gels are reported. The kind and quantity of the optimum biopolymers, parameters of mi-croencapsulation process are established. The way of shelf life prolongation for immobilized and microencapsulated bacterial preparations have been determined.

Keywords:
Microorganism microencapsulation, probiotic microorganisms, biopolymers, bacterial preparation shelf life.
Text
Publication text (PDF): Read Download

 

Введение

С учетом важной роли микрофлоры кишечника в формировании иммунобиологической реактивности организма исключительную значимость приобретает создание и использование продуктов функциональ­ного питания на основе микроорганизмов, относя­щихся к нормальным физиологическим обитателям кишечника здорового человека.

Согласно современным требованиям, предъяв­ляемым к этим продуктам, пробиотические бактерии должны присутствовать в количестве, соответст­вующем терапевтической дозе (не менее 1·108 КОЕ/г продукта), сохранять жизнеспособность на протяже­нии всего срока хранения продукта и выживать в же­лудочно-кишечном тракте человека. В связи с этим актуально проведение исследований по выбору ме­тода защиты клеток пробиотических культур в не­благоприятных условиях кисломолочных продуктов и желудочно-кишечного тракта.

 

Объекты и методы исследований

Для исследования выбраны следующие биообъ­екты: L. acidophilus штамм La-5; Bifidobacterium lactis штамм BB-12; Streptococcus salivarius subsp. thermophilus; Lactis subsp. diacetilactis; Bifidobacterium bifidum № 1 и их ассоциации. Экспериментальные исследования проводились в 3–5-кратных повторностях по общепринятым, стандартным методам исследований физико-химических, микробиологических и органолептических показателей.

 

Результаты и их обсуждение

Одним из способов получения высокоактивных и устойчивых в агрессивных условиях клеток микро­организмов является иммобилизация методом на­слаивания, т.е. заключение клеток в гидроколлоид­ные мембраны, обеспечивающие защиту клеток, дос­туп питательных веществ и отвод продуктов жизне­деятельности микроорганизмов во внешнюю среду.

На основании вышеизложенного, а также сущест­вующих медико-биологических требований к со­ставу и свойствам продуктов функционального пи­тания сформулированы основные требования к ре­зультату процесса иммобилизации культур пробио­тических микроорганизмов, которые заключаются в следующем:

– носителем (подложкой) для иммобилизации должны быть биополимеры натурального происхож­дения;

– пробиотические культуры после иммобилиза­ции наслаиванием должны иметь вид тонких пласти­нок (мембран);

– мембраны должны иметь период распадаемости при растворении от 0,5 до 1,0 ч;

– активность пробиотических культур должна поддерживаться в течение всего срока годности мембран и составлять не менее 1·1010 КОЕ/г активи­зированной закваски.

При реализации сформулированных требований и выборе носителя для иммобилизации учитывались следующие факторы.

Иммобилизацию можно рассматривать как физи­ческое разделение катализатора (клеток) и раствори­теля, при котором молекулы субстрата и продукта могут легко обмениваться между фазами. Важным фактором процесса иммобилизации является выбор биополимера (носителя). Включение живых клеток в гели биополимеров требует мягких условий иммоби­лизации. Носитель при этом должен представлять систему открытых пор с хорошими условиями для газообмена. Биополимеры обладают уникальными способностями загущения, студнеобразования, вла­гоудержания и стабилизации структурно-сложных систем. Для исследования выбраны биополимеры натурального животного и растительного происхож­дения: желатин и пектин. Такой выбор обусловлен следующим. Молекулы желатина и пектина состоят из групп атомов, резко различающихся по характеру взаимодействия с молекулами воды. Длинная мак­ромолекула представляет собой распределение цен­тров взаимодействия с молекулами воды, в результате чего создается гидратная оболочка макромолекулы.

Пектины независимо от источника их происхож­дения являются природными ионообменниками, спо­собными замещать водороды карбоксильных групп на катионы поливалентных металлов. Для исследо­ваний выбран цитрусовый пектин марки SLENDID® type 200.

Желатин представляет собой смесь полипептидов с различной молекулярной массой. Совместное ис­пользование пектина и желатина на данный момент изучено недостаточно, что позволяет считать прове­дение исследований актуальным.

В зависимости от химической природы макромо­лекул и особенностей пищевой системы биополиме­ров возможны различные условия гелеобразования, которые приведены в табл. 1.

 

Таблица 1

 

Физико-химические показатели

действия биополимеров

 

Показатель

Пектин

Желатин

Оптимальный диапазон рН

3,6–4,4

4,5–10,0

Условия

гелеобразования

Активная

кислотность

не менее 4;

сахароза –

55–80 %

При темпе­ратуре ниже засты-вания

Продолжительность растворения, мин,

не более

10,0

25,0

 

Массовая доля влаги, %, не более

12,0

16,0

Массовая доля золы, %, не более

1,2

2,0

 

Пектин и желатин целесообразно применять для иммобилизации пробиотических культур микроорга­низмов, так как оба биополимера представляют со­бой систему открытых пор с хорошими условиями для газообмена, гели данных биополимеров обладают хорошими диффузными качествами, способны образовывать структуры с оптимальным размером пор. Гелеобразование протекает при рН = 4,0–4,5, что является определяющим условием жизнеспособности пробиотической микрофлоры. Кроме того, желатин является источником глутаминовой кислоты и аргинина, пектин содержит пищевые волокна, которые стимулируют рост жизнеспособных клеток бифидо-бактерий, т.е. обладает свойствами пребиотика. Для выбора количественного соотношения биополимеров были проведены экспериментальные исследования.

Все исследования процесса иммобилизации про­водились в строго стерильных условиях специаль­ного бокса, в котором была смонтирована и установ­лена пилотная лабораторная установка для проведе­ния экспериментальных исследований.

Эксперимент состоял из последовательных этапов:

– подготовка – стерилизация или длительная вы­сокотемпературная пастеризация (98±1) °С и вы­держка (30±5) с обезжиренного молока и охлаждение его до температуры (38±1) °С;

– чистые монокультуры, полученные из бактери­альной лаборатории ОНО «ВНИМИ-Сибирь» Рос­сельхозакадемии, инокулировали в подготовленное обезжиренное молоко в соотношении 1:1:1;

– в термостате при температуре (38±1) °С активи­зировали ассоциацию пробиотических культур;

– одновременно подготавливалась смесь биопо­лимеров, растворенных в соответствии с техниче­ской документацией по использованию изучаемых биополимеров в 0,9 % растворе NaCl, прошедшем обработку при температуре выше 100 °С;

– активизированную ассоциацию пробиотических культур соединяли с раствором биополимеров при температуре (35±1) °С и постоянном перемешивании в течение 15–20 мин;

– ассоциацию пробиотических культур, иммоби­лизованную в смесь биополимеров, дозировали слоями в стерильные формы, которые выдерживали в течение 15–20 мин в стерильных условиях специ­ального бокса для полученных пленок (мембран). Герметически закрытые формы с мембранами хра­нились при температуре (4±2) °С до использования в экспериментальных исследованиях.

Все эксперименты проводились в 3–5-кратной повторности, при этом варьировалось соотношение биополимеров с целью изучения их влияния на каче­ственные характеристики мембран с иммобилизо­ванными пробиотическими культурами. Схема орга­низации эксперимента по определению рациональ­ного соотношения биополимеров представлена в табл. 2.

 

Таблица 2

 

Схема проведения эксперимента

 

Но­мер опыта

Концентра­ция раствора биополимеров (2:1), %

Коли­чество пектина,

г/100 г

Коли­чество жела­тина,

г/100 г

Количество раствора хлористого натрия

0,9 %, мл

1

5

3,4

1,6

95

2

10

6,6

3,4

90

3

15

10,0

5,0

85

4

20

13,4

6,6

80

5

25

16,6

8,4

75

 

В зависимости от состава используемой компо­зиции биополимеров качественные показатели мем­бран изменялись.

Качество полученных мембран оценивали по физико-химическим, органолептическим и микро­биологическим показателям, представленным в табл. 3 и 4.

Анализ полученных данных, представленных в табл. 3, свидетельствует о том, что с увеличением концентрации биополимеров активность воды уменьшается, массовая доля сухих веществ увеличи­вается, активная кислотность не изменяется.

 

Таблица 3

 

Физико-химические характеристики мембран

 

Номер опы-та

Массовая доля сухих веществ, %

Динамическая вязкость рас­твора биопо­лимеров, мПа·с

Актив­ность воды (aw)

Актив­ная

кислот­ность, ед. рН

1

5,86±0,12

8,2

0,870

4,37

2

10,41±0,10

10,7

0,862

4,40

3

13,52±0,15

13,1

0,858

4,38

4

19,92±0,13

18,5

0,853

4,40

5

23,14±0,15

24,3

0,841

4,38

 

Таблица 4

 

Органолептические показатели мембран

 

Но-мер

опы-та

Внешний вид

Конси­стенция

Вкус и

запах

Цвет

1

Мембраны не образуются

2

Мембраны не образуются

3

Правильная форма, имеет стандартную массу и раз­меры

Мягкие, слабо со­храняющие структуру

Без вкуса и за­паха

Белый,

с кремо­вым от­тенком

4

Правильная форма, имеет стандартную массу и раз­меры

Упругие, сохраняю­щие струк­туру

Без вкуса и за­паха

Белый,

с кремо­вым от­тенком

5

Правильная форма, имеет стандартную массу и раз­меры

Излишне упругие, ломкие

Без вкуса и за­паха

Белый,

с кремо­вым от­тенком

 

Анализ физико-химических и органолептических показателей полученных мембран (см. табл. 4) сви­детельствует о том, что образование упругих, сохра­няющих и восстанавливающих свою структуру мем­бран происходит при количественном соотношении биополимеров в желирующей системе пектин : жела­тин как 2:1, при общей концентрации сухих веществ 20 % мас.

В связи с тем, что функциональные свойства по­лученных мембран зависят не только от наличия в них пищевых веществ, но и от количества жизнеспо­собных клеток пробиотических микроорганизмов, необходимо обеспечить в продукте сохранность жизнеспособных клеток пробиотических микроорга­низмов в течение всего срока годности за счет созда­ния благоприятной ростовой и температурной среды обитания микроорганизмов.

Микробиологические исследования проводили в следующих образцах (табл. 5):

– контроль – ассоциация пробиотических микро­организмов в активизированной форме: L. acidophilus : B. lactis : S. thermophilus в соотношении 1:1:1;

– опыт – ассоциация пробиотических микроорга­низмов в иммобилизованном виде (мембраны).

Таблица 5

 

Количество жизнеспособных клеток

пробиотических мик­роорганизмов в мембранах

 

Вари­ант

Общее количе­ство молочно­кислых микро-организмов, КОЕ/см3

Количе­ство би­фидобак­терий, КОЕ/см3

Количество ацидофиль­ной палочки, КОЕ/см3

Кон­троль

6,5·1010

2,1·109

1,9·1010

Опыт

5,2·1010

2,0·109

1,7·1010

 

Анализируя данные, представленные в табл. 5, можно заключить, что степень концентрирования жизнеспособных клеток пробиотических микроорга­низмов в исследуемых мембранах находится в пре­делах установленных требований.

Логарифм количества жизнеспособных клеток иммобилизованных микроорганизмов в гель биопо­лимеров представлен на рис. 1.

 

 

Рис. 1. Логарифм количества жизнеспособных клеток пробиотических культур, иммобилизованных в гель био­полимеров

 

Таким образом, анализ представленных данных свидетельствует о незначительном снижении сте­пени концентрирования жизнеспособных клеток им­мобилизованных культур микроорганизмов в мем­бранах, что положительно характеризует иммобили­зацию как метод защиты клеток в неблагоприятных условиях.

Не менее важным критерием пробиотических свойств заквасок является способность микроорга­низмов приживаться в желудочно-кишечном тракте человека. В связи с этим были проведены исследова­ния по изучению устойчивости иммобилизованных клеток микроорганизмов к желчи, NaCl и щелочной реакции среды, т.е. к веществам желудочно-кишеч­ного тракта. Результаты исследований представлены в табл. 6.

В результате исследований было установлено, что иммобилизованные клетки микроорганизмов проявили устойчивость к исследуемым концентра­циям тест-веществ, что может рассматриваться как косвенный показатель лучшей способности иммоби­лизованных клеток микроорганизмов приживаться в желудочно-кишечном тракте человека. Предположи­тельно такая закономерность прослеживается за счет наибольшего количества ассоциированных компо­нентов (протеины, полисахариды) клеточных стенок микроорганизмов, содержащих пектины, которые комплементарны соответствующим рецепторам, расположенным на мембранах эпителиальных кле­ток. Именно пектины, соединения белковой или гли­копротеиновой природы, проявляющие специфиче­скую и обратимую углеводсвязывающую актив­ность, являются медиаторами адгезии, обеспечивая поддержание жизнеспособности пробиотических клеток микроорганизмов, иммобилизованных в гель биополимеров.

 

Таблица 6

 

Устойчивость иммобилизованных клеток микроорганизмов к веществам желудочно-кишечного тракта

 

Устойчивость

Вариант

Контроль

Опыт

К желчи, %

30,0

40,0

К фенолу, %

0,4

0,4

К NaCl, %

6,5

4,0

К щелочной реакции

среды, рН

8,3–9,6

8,3–9,2

 

Проверка степени растворимости мембран по­зволила заключить, что период распадаемости мем­бран составляет от 0,5 до 1,0 ч.

Результаты изучения перевариваемости белков исследуемых мембран пищеварительными фермен­тами (in vitro) свидетельствуют о том, что по сравне­нию с контрольным опытные образцы характеризу­ются лучшей перевариваемостью.

Для биологических продуктов (пробиотиков), обогащенных функциональными ингредиентами в виде ассоциации культур, приоритетным показате­лем является уровень клеточной концентрации про­биотических микроорганизмов, достигнутый вслед­ствие использования закваски и технологических па­раметров производства. Это положение в полной мере относится к мембранам клеток ассоциации культур, иммобилизованных в гель биополимеров. Производители заквасок используют различные ме­тоды пролонгирования их срока годности: замора­живание, высушивание и др.

Для длительного хранения иммобилизованных клеток микроорганизмов в виде мембран (пластинок) использовали консервирование высушиванием при низких температурах с целью снижения влияния процесса термоинактивации молочнокислых микро­организмов и бифидобактерий и создания условий, приводящих их в анабиотическое состояние.

Сублимационная сушка (лиофилизация) – са­мый современный и перспективный метод консерви­рования пищевых продуктов, обеспечивающий наи­более совершенное высушивание с максимальным сохранением природных, пищевых, органолептиче­ских и биологических свойств продукта и генетиче­скую стабильность основных свойств пробиотиче­ских культур в неблагоприятных условиях.

Сублимационную сушку мембран осуществ­ляли в производственной сушильной установке марки TG 50. Использовали стандартные условия для высушивания заквасок, приведенные в блок-схеме (рис. 2).

 

Замораживание

tполок = минус 40 °С, τ = 4 ч, tпр. конеч = минус (47±2) °С

Сублимация

tполок = 35 °С, tисп = минус (54±2) °С, Р = 20 Па, τ = 12 ч

Десорбция

tполок = 25 °С, tисп = минус (60±2) °С, Р = 8 Па, τ = 8 ч

 

 

Рис. 2. Блок-схема высушивания мембран на сублима­ционной сушилке марки TG 50

 

Свежие и сухие мембраны измельчали, расфасо­вывали в сухие стерильные флаконы и помещали на хранение. Был установлен режим холодильного хра­нения при температуре (4±2) °С. Для определения срока годности была разработана программа, состав­ленная в соответствии с рекомендациями МУК 4.2.1847-04, и установлена периодичность исследований.

Сравнительная гистограмма жизнеспособных клеток пробиотических культур микроорганизмов в процессе хранения мембран представлена на рис. 3.

 

 

Рис. 3. Сравнительная гистограмма жизнеспособных клеток пробиотических культур микроорганизмов в про­цессе хранения мембран

 

Гарантированный срок хранения мембран, не подвергнутых сублимационной сушке, составляет 18 сут., сухих мембран – 90 сут. при температуре (4±2) °С.

По результатам исследований разработана тех­нология бактериального концентрата пробиотиче­ских культур, иммобилизованных в гель биополиме­ров, и нормативная документация. Апробация бакте­риального концентрата проводилась на молочном предприятии г. Омска ОНО «ВНИМИ-Сибирь» Рос­сельхозакадемии.

На жизнеспособность микроорганизмов влияет большое количество самых разнообразных факторов: изменение температуры, состав питательных ве­ществ, рН, давление и др.

В процессе роста и развития культур микроорга­низмов могут одновременно протекать три различ­ных взаимосвязанных процесса:

– процесс роста активной части популяции, при котором происходит увеличение численности актив­ных (размножающихся) клеток;

– процесс пассивации активных клеток, в резуль­тате которого часть популяции переходит в пассив­ное (пассивированное) состояние;

– процесс отмирания пассивной части популяции, приводящий к гибели пассивных клеток.

Учеными ОмГАУ также изучен процесс микро­капсулирования микроорганизмов в гель полимеров. Известно, что микрокапсулирование – это процесс включения микрочастиц (в данном случае микроор­ганизмов) в тонкую оболочку (матрицу) пленкообра­зующего материала. В качестве матрицы можно ис­пользовать желатин, агар, альгинат, пектин, крахмал. Наряду с природными широкое применение находят и синтетические полимеры (полиакриламидный гель, полиуретаны, поливиниловый спирт и др.) [1].

При выборе биополимеров для получения более эффективного результата необходимо учесть ряд аспектов:

– формирование желаемой текстуры продукта – образование микрокапсул сферической формы;

– подготовка и дозировка биополимера для дос­тижения необходимого эффекта – формирование тонкой пленки;

– температура микрокапсулирования;

– особенности каждого биополимера – рН, хими­ческий состав, условия гелеобразования;

– размеры и свойства микрокапсул.

В зависимости от химической природы макро­молекул и особенностей пищевой системы выбраны следующие пленкообразователи (табл. 7).

Для проведения исследований была разработана пилотная установка, состоящая из специального бокса, бактерицидного излучателя, штатива, магнитной мешалки, сита (размер ячеек 1,4 мм) и др.

В боксе поддерживались асептические условия, манипуляции проводились через специальные отвер­стия. Суспензию активизированных микроорганиз­мов соединяли с раствором биополимеров при тем­пературе (38±1) °С и затем через нижнее отверстие осуществляли перемещение раствора капельным пу­тем в раствор хлористого натрия для формирования микрокапсул и их затвердевания.

На основании результатов экспериментов, про­веденных в 5-кратной повторности, установлено, что для капсулирования микроорганизмов с использова­нием желатина, пектина и крахмала рациональным является соотношение 5:1:1. В результате образуются стойкие, однородные, упругие капсулы, сохраняющие свою структуру.

Преимуществами желатина как носителя явля­ются его доступность, возможность получения раз­личных форм – гранул, пластин, мембран и т.д., на­личие различных функциональных групп, а также то, что гелеобразование желатина не зависит от рН и не требует присутствия других реагентов.

 

Таблица 7

 

Характеристика биополимеров

 

Наименова­ние

Раство­римость

в воде при тем­пературе, °С

Опти­мальный диапазон рН, ед.

Условия

геле-

образования

Гену пектин LM-106 AS-YA

20

2,5–5,5

Активная

ки­слотность

не менее 4,0 ед.

Желатин

Выше 60

4,5–10,0

При темпера­туре ниже за­стывания

Крахмал

20

4–7

При темпера­туре ниже за­стывания

 

Таблица 8

 

Физико-химические характеристики

растворения (распада) капсул

 

Показатель

Растворитель

молоко

желудочный сок

Температура, °С

36–38

36–38

Активная

кислот­ность, рН

7,0

6,4–6,7

Время, ч

0,2

0,33

 

Применение пектина, обладающего способно­стью вывода из организма тяжелых металлов, позво­ляет решить проблему профилактического питания для групп населения, проживающего в промышленно развитых городах. Также пектин оказывает стимули­рующее действие на клетки микроорганизмов.

Крахмал, в свою очередь, создает хорошие ус­ловия для газообмена; обладая высокой степенью гидрофильности, обеспечивает возможность связы­вания клеток микроорганизмов с носителем. Ком­плексное использование желатина, пектина и крах­мала в качестве носителя для иммобилизации позво­ляет получить стойкие, однородные, упругие кап­сулы, сохраняющие структуру.

Важным параметром, характеризующим опыт­ные образцы капсул, является их способность к по­степенному растворению. Одним из параметров твердых форм, которому придают большое значение, является время распада и (или) скорость растворения in vitro. Для твердых капсул под распадом понима­ется полное растворение в среде испытания (молоко или искусственный желудочный сок) при данной температуре (20 или 37 °С). Этот процесс распада должен завершаться за указанное время (Европей­ская фармакопея регламентирует 30 мин). Фактиче­ская скорость растворения зависит от многих факто­ров: температуры, рН, смачиваемости, плотности частиц и др. Результаты приведены в табл. 8.

На основании сравнения полученных результа­тов можно сделать вывод, что капсулы из смеси же­латина, пектина и крахмала быстрее растворяются в молоке, чем в желудочном соке.

Для исследования процесса хранения пробио­тических микроорганизмов выбран режим холодиль­ного хранения при температуре (4±2) °С. В свежих образцах капсул определены следующие показатели: общее количество жизнеспособных клеток микроор­ганизмов, в том числе бифидобактерий и ацидо­фильной палочки, органолептические показатели, активность воды (табл. 9).

 

 

 

Таблица 9

 

Физические, микробиологические и органолептические показатели опытных образцов капсул

 

Объект

исследования

Активность воды

Количество микроорганизмов, КОЕ/г

Органолептические

показатели

общее

в том числе

внешний вид

и консистенция

запах

бифидобактерий

ацидофильной палочки

Опытные

образцы

капсул

0,871

5,9·1010

3,2·109

4,5·1010

Стойкие,

сферической формы, упругие

Отсутствует

 

 

 

Срок годности микроорганизмов в микрокапсулированном виде при температуре хранения (4±2) °С составляет 15 сут.

Большая часть исследовательских работ связана с поиском наилучшего способа обработки заквасок с целью сохранения активности микроорганизмов, входящих в их состав. Одним из таких способов является замораживание. Известны различные режимы заморозки и, соответственно, хранения замороженных культур.

Нами исследован процесс замораживания опытных образцов капсул в морозильной камере Liebherr GN 2356 с температурой замораживания минус 18–20 °С. При этом учитывались рекомендации, представленные в научных трудах профессора О.Н. Буянова (КемТИПП), и метод, предложенный профессорами Э.И. Гуйго и А.З. Волынец, согласно которому исследуемые продукты замораживают в холодильной камере при температуре минус 18–20 °С в виде пластины со строгим соблюдением одинаковой толщины слоя (по 0,001 м каждый слой) [2–4].

Капсулы просеивали через лабораторные сита с различным диаметром отверстий. Затем капсулы распределяли по размерам в три слоя с различной толщиной слоев: 1 – 0,9–1,0 мм; 2 – 0,7–0,8 мм;       3 – 0,5–0,6 мм, которые замораживали при температуре минус 18 °С и фиксировали время замораживания (ч). После этого проводили расчет эффективной скорости замораживания, при этом основным критерием был выбран показатель – количество жизнеспособных клеток пробиотических микро-организмов после замораживания.

Скорость замораживания является важной характеристикой процесса замораживания. Средняя скорость замораживания – отношение толщины замороженного слоя ко времени его образования [5] – определяется по формуле

 

                                    (1)

 

где u – средняя скорость замораживания, см/ч;           d – толщина замороженного слоя, см; t – время, ч.

При этом существует определение, что замораживание продукта со скоростью до 0,5 см/ч – медленное, 0,5–3,0 см/ч – ускоренное, 3–10 см/ч – быстрое, 10–100 см/ч – сверхбыстрое.

Расчеты позволили определить, что скорость замораживания опытных продуктов u = 0,05 см/ч. При таком режиме степень выживания общего количества жизнеспособных клеток пробиотических микроорганизмов составляет (90,0±5,0) % от их первоначального количества, установленного до замораживания.

После хранения капсул при температуре минус (18±2) °С в течение различного периода времени капсулы размораживали при комнатной температуре до положительных температур и проводили их органолептическую оценку (внешний вид, консистенция), химические исследования и микробиологические: определяли остаточное количество жизнеспособных клеток пробиотических микроорганизмов.

Для оценки жизнеспособности пробиотических микроорганизмов в микрокапсулированном виде использованы коэффициенты [6]:

 

          (2)

                                    (3)

 

 

 

 

 

где Ксн – коэффициент среднесуточного снижения численности клеток микроорганизмов; Пж – показатель жизнеспособности клеток микроорганизмов;    lg КОЕn – логарифм численности клеток микроорганизмов на конечном этапе хранения; lg КОЕ0 – логарифм численности клеток микроорганизмов на начальном этапе хранения; Т – продолжительность хранения.

Результаты расчетов представлены в табл. 10 и 11.

 

Таблица 10

 

Степень выживаемости клеток

пробиотических микроорганизмов

в микрокапсулированном виде

 

Показатель

Количество жизнеспособных клеток, КОЕ/г

общее

количество

бифидо-бактерий

ацидофильной палочки

Ксн

0,15

0,13

0,16

Пж

6,67

7,69

6,25

 

На основании анализа результатов экспериментальных данных по комплексному исследованию химических, микробиологических, органолептических характеристик определен срок годности       закваски  на  основе  ассоциации  пробиотических

 

Таблица 11

 

Степень выживаемости клеток

пробиотических микроорганизмов

в микрокапсулированном виде после замораживания

 

Показатель

Количество жизнеспособных клеток, КОЕ/г

общее

количество

бифидо-бактерий

ацидофильной палочки

Ксн

0,016

0,015

0,015

Пж

62,500

66,670

63,690

 

микроорганизмов в микрокапсулированном виде при температуре (4±2) °С – 15 сут., при температуре минус 18 °С – 5 месяцев (150 сут.) [7–9].

С использованием бактериальных концентратов культур в иммобилизованном и микрокапсулированном виде разработаны технологии ряда кисломолочных продуктов с пробиотиками:

– ферментированный десертный продукт (пудинг) СТО 00456243-010-2007;

– кисломолочный продукт «Премиум» СТО 5638524-008-2010;

– биопродукт СТО 49527279-005-2008 и др.

Научная новизна технологий отражена в патентах № 2380912 РФ «Способ получения ферментированного продукта из пахты» и № 2368144 РФ «Способ производства десертного продукта».

 

References

1. Suo, Z. Efficient Immobilization and Patterning of Live Bacterial Cells / Z. Suo, R. Avci, X. Yang, David W. Pascual // Langmuir. - 2008, April 15. - 24 (8). - R. 4161-4167.

2. Buyanova, I.V. Fiziko-himicheskie osobennosti tehnologii nizkotemperaturnogo hraneniya syrov: monografiya / I.V. Buyanova. - Kemerovo, 2005. - 196 s.

3. Guygo, E.I. Sublimacionnaya sushka v pischevoy promyshlennosti / E.I. Guygo, N.K. Zhuravskaya i dr. - M.: Pischevaya prom-st', 1972. - 246 s.

4. Tsen, J.-H. Enhancement of freezing-resistance of Lactobacillus rhamnosus by the application of cell immobilization / J.-H. Tsen, Hui-Ying Huang, V. An-Erl King // J. Gen. Appl. Microbiol. - 2007. - Vol. 53. - R. 215-219.

5. Bol'shakov, S.A. Holodil'naya tehnika i tehnologiya produktov pitaniya / S.A. Bol'shakov. - M.: Izdatel'skiy centr «Akademiya», 2003. - 304 s.

6. Pas'ko, O.V. Nauchnoe i prakticheskoe obosnovanie tehnologii fermentirovannyh molochnyh i molokosoderzhaschih produktov na osnove biotehnologicheskih sistem: monografiya / O.V. Pas'ko, N.B. Gavrilova. - Omsk: Izd-vo OmEI, 2009. - 256 s.

7. Gladilova, O.A. Kislomolochnyy produkt s probioticheskimi svoystvami, obogaschennyy kal'ciem / O.A. Gladilova, N.B. Gavrilova // Molochnaya prom-st'. - 2009. - № 11. - S. 76-77.

8. Kascheeva, N.L. Fermentirovannyy produkt dlya funkcional'nogo pitaniya / N.L. Kascheeva, N.B. Gavrilova // Mo-lochnaya prom-st'. - 2010. - № 1. - S. 67-68.

9. Nazarenko, T.A. Izuchenie processa mikrokapsulirovaniya kul'tur mikroorganizmov v geli biopolimerov / T.A. Nazarenko, N.B. Gavrilova, O.V. Pas'ko // Sb. materialov V specializirovannogo kongressa «Molochnaya promyshlennost' Sibiri». - Barnaul, 2006. - S. 96-97.


Login or Create
* Forgot password?